一、仪器基本信息

仪器型号：／

生产厂家：Noldus

购置时间：2017.10

所属技术服务部：行为学实验技术服务部

放置位置：动物楼303室

管理人员：旷策嫣 1837972320

仪器应用：评估抑郁样行为或抗抑郁药物的药效。

二、仪器操作流程

1、设备检查与调试

1）确认悬尾箱的密封性（避免外界光线、声音干扰），箱体内部清洁无异味（可用 75% 酒精擦拭后晾干，去除残留气味）。

2）检查摄像设备（如高清摄像头）是否固定在箱体正前方或正上方，确保镜头能完整捕捉动物悬尾状态的全貌（包括身体、四肢和尾部的运动）。

3）调试视频记录软件（如 EthoVision、Noldus 等），设置记录参数（如帧率 30fps、记录时长通常为 6 分钟，部分实验设为 10 分钟），并校准计时准确性。

动物适应性饲养与分组

4）实验动物（常用小鼠或大鼠）需提前至少 3 天适应实验室环境（温度 22±2℃，湿度 50±5%，12h 光暗循环，自由摄食饮水），减少环境应激对结果的影响。根据实验设计（如对照组、模型组、药物干预组）对动物进行编号和分组，确保每组动物数量均衡（通常每组 6-10 只）。

2、实验环境准备

实验需在安静、光线柔和（避免强光直射）的房间内进行，实验人员动作轻柔，减少对动物的干扰。

提前将悬尾箱放置在实验环境中，让设备温度与室温一致。

3、实验操作步骤

1）动物抓取与固定

用轻柔的手法抓取动物（小鼠可从背部抓取，大鼠需戴手套避免咬伤），避免过度刺激导致动物应激。

找到动物尾部距末端约1/3 处（避免过近导致尾部脱落，过远影响悬尾姿势），用医用胶带或专用固定夹将尾部固定（胶带长度以不缠绕动物身体为宜，固定力度适中，确保动物无法挣脱但不造成疼痛）。

2）悬尾悬挂与适应

将固定好尾部的动物悬挂于悬尾箱内的横杆上，确保动物身体悬空，四肢无支撑点，头部自然下垂，身体不与箱壁接触（避免动物攀爬箱壁影响结果）。

悬挂后，关闭箱门，让动物适应悬尾状态，此时开始计时（部分实验将前2 分钟设为适应期，后 4 分钟为数据记录期，具体根据实验方案调整）。

3）行为记录与观察

启动摄像设备和记录软件，全程记录动物的行为状态（无需实验人员在旁观察，避免人为干扰）。

观察指标主要为不动时间（动物身体完全静止，仅因重力轻微摆动的状态），同时可记录挣扎时间（四肢剧烈划动、身体扭动的状态）作为辅助指标。

4）单只动物实验结束与处理

达到预设记录时长后，轻柔取下动物，解除尾部固定，检查尾部是否有损伤（如红肿、出血），若有异常需及时处理。

将动物放回原饲养笼，待所有动物完成实验后统一清洁笼具。

若实验设计需多次检测（如药物干预前后对比），两次实验间隔至少24 小时，避免动物产生习惯化（对悬尾刺激适应导致不动时间异常）。

4、实验后数据处理与设备清洁

1）视频数据分析

实验结束后，通过视频分析软件对记录的行为进行离线分析，手动或自动识别并统计动物在有效记录期内的不动时间（自动分析后需人工核对，排除软件误判）。

对各组数据进行整理，计算平均值、标准差等统计参数，为后续统计分析（如方差分析）做准备。

2）设备清洁与整理

实验结束后，彻底清洁悬尾箱内部（用清水或中性清洁剂擦拭，去除动物粪便、毛发等），并再次用75% 酒精消毒，避免残留气味影响下一次实验。

整理摄像设备和记录软件，保存原始视频和分析数据，备份实验记录（包括动物编号、分组、悬挂时间、异常情况等）。

三、仪器注意事项（或相关管理规定）

1、实验环境控制

1）环境稳定性

实验需在安静、无强光干扰的房间内进行，避免实验期间出现突发噪音（如说话声、设备响动）或光线变化（如开关门导致的光线波动）。建议实验时关闭房间多余光源，仅保留柔和的背景光（如40-60lux），且光线需均匀分布在箱体内，避免阴影影响视频分析。

实验温度需恒定（22±2℃），湿度控制在 50±5%，避免温度骤变或高湿度导致动物不适。

2）人员与操作干扰

实验期间禁止无关人员进入实验室，操作人员需在箱体外静止观察（或通过监控远程观察），避免频繁走动、交谈或触碰箱体，减少对动物的视觉和听觉刺激。

同一批实验需由同一人操作，确保抓取、固定手法一致，避免因不同人员操作习惯差异导致误差。

2、动物相关注意事项

1）动物健康与状态

实验前需筛查动物健康状况：排除体重过轻、尾部损伤、肢体残疾或行为异常（如过度亢奋、萎靡）的个体，避免影响组内一致性。

动物需处于非发情期（雌性），雌性啮齿类发情期激素波动可能影响行为表现；若实验涉及雌性动物，需记录发情周期并尽量控制组内周期一致。

2）抓取与固定规范

抓取时动作轻柔：小鼠从背部近尾部处捏起皮肤，大鼠需戴手套从背部环抱，避免抓握腹部或用力挤压，防止动物应激性挣扎。

尾部固定位置精准：需在尾部距末端1/3 处（如小鼠尾部约 1-1.5cm，大鼠约 2-3cm），过近易导致尾部皮肤脱落或骨折，过远会使动物身体倾斜、四肢触壁，影响悬尾姿势。

固定力度适中：用胶带或夹子固定时，确保动物无法挣脱但不压迫尾部血管（避免尾部发紫、肿胀），胶带长度以仅覆盖固定点为宜，不缠绕身体或四肢。

3）避免习惯化与重复应激

同一动物重复实验间隔至少48 小时（最好 72 小时以上），防止动物对悬尾刺激产生适应（不动时间异常增加或减少）。

单只动物实验时长严格控制（通常6-10 分钟），过长可能导致动物体力过度消耗或应激损伤。

3、设备使用与调试

1）设备清洁与消毒

每只动物实验后需立即清洁箱体：用75% 酒精擦拭箱壁、底部及横杆，去除粪便、毛发和气味残留（动物嗅觉敏感，残留气味可能影响后续动物行为），消毒后晾干再进行下一只实验。

定期检查箱体密封性：确保箱壁无缝隙，防止外界光线或声音渗入；摄像头镜头需保持清洁，避免灰尘影响视频清晰度。

2）视频记录与分析校准

摄像头需正对动物悬挂位置，镜头视角覆盖动物全身（从头部到尾部末端），确保能清晰捕捉四肢运动和身体静止状态。

视频分析软件需提前校准：设置“不动时间” 判定标准（如身体完全静止持续≥1 秒即计为不动，避免将轻微摆动误判为活动），自动分析后需人工复核至少 30% 的视频，纠正软件误判（如动物头部微动但身体静止时，需确认是否计入不动时间）。

4、伦理与应急处理

1）伦理合规

实验需通过机构动物伦理委员会审批，遵循“3R 原则”（减少动物数量、优化实验流程、替代有创方法），确保动物福利。

禁止过度延长悬尾时间或反复刺激动物，实验中若发现动物出现严重应激（如呼吸急促、尾部出血、剧烈抽搐），需立即终止实验并进行人道处理。

2）应急处理

若动物尾部固定处出现红肿或轻微损伤，实验后需用碘伏消毒并单独饲养观察，避免感染。

若动物挣脱固定并掉落箱底，需检查是否受伤，受伤动物需剔除实验数据，未受伤动物可休息30 分钟后重新实验（但需记录异常情况）。